México es considerado un país megadiverso; alberga entre 10 y 12 % de todas las especies registradas en el mundo, en su mayoría endémicas, lo cual lo ubica como el cuarto país con mayor biodiversidad. No obstante, la Comisión Nacional para el Conocimiento y Uso de la Biodiversidad (CONABIO, 2022) ha reportado que la pérdida de hábitats, la introducción de especies invasoras, la sobreexplotación de los recursos, la contaminación y el cambio climático han impactado de manera adversa en la biodiversidad de nuestro país. Por ello, es de suma importancia perfeccionar, adaptar e implementar técnicas de reproducción asistida para la conservación y reproducción de diversas especies.

 

REPRODUCCIÓN ASISTIDA

 

Diversos autores han estudiado cómo implementar y eficientizar las técnicas de reproducción asistida (TRA), incluyendo evaluaciones hormonales, inseminación artificial, fertilización in vitro, transferencia de embriones y criopreservación de embriones y gametos de múltiples especies de vertebrados de entre las cuales los mamíferos han sido las más estudiadas; no obstante, se estima que la biología reproductiva de estas especies solo se ha estudiado a fondo en ~ 0.05 % (Le et al., 2021).

     Aunado a lo anterior, las TRA también pueden ser aplicables a cualquier especie: aves, anfibios, reptiles y peces, sobre todo en aquellas que presentan problemas reproductivos asociados a las bajas densidades poblaciones en los hábitats o a la presencia de barreras geográficas que impiden el intercambio de material genético o, en su caso, en aquellas especies que se encuentran en riesgo de acuerdo con la NOM-059-SEMARNAT-2010 (SEMARNAT, 2019).

 

CRIOPRESERVACIÓN DE GAMETOS

 

La criobiología es la ciencia cuyo propósito es conservar la vida a bajas temperaturas, lo cual disminuye al mínimo el metabolismo celular. La posibilidad de suspender la actividad celular durante un tiempo indefinido y lograr una posterior activación ha sido usada eficazmente en la conservación y reproducción de múltiples especies (Bustamante et al., 2019) (Tabla 1), lo cual ha permitido la creación de bancos de germoplasma para el resguardo de espermatozoides y ovocitos de diferentes especies.

 

 

     El éxito de la criopreservación se logró en el siglo XX con la introducción de agentes crioprotectores intra o extracelulares como el glicerol, y subsecuentemente se mejoró con el descubrimiento del dimetilsulfóxido (DMSO) aunado a la generalización del uso del nitrógeno líquido (-196 °C) en sustitución de

la nieve carbónica (-79 °C) a partir de la década de 1950. A raíz de estos descubrimientos muchas células y tejidos empezaron a ser congelados.

 

¿CÓMO SE LLEVA A CABO LA CRIOPRESERVACIÓN ESPERMÁTICA?

 

La criopreservación del semen implica mezclarlo en diluyentes y agentes crioprotectores permeables (bajo peso molecular) o no permeables (alto peso molecular) con propiedades osmóticas y nutricionales que, en conjunto, proporcionan un medio adecuado que reduce el daño durante la congelación y posterior al descongelamiento (Hezavehei et al., 2018). Actualmente, la criopreservación espermática es utilizada como una TRA cuyo objetivo ha sido sincronizar la disponibilidad de gametos (espermatozoides y óvulos), reducir el número de machos (sementales), facilitar el transporte, conservar la variabilidad genética ante mortem o post mortem, además de ser aplicable a la protección de especies amenazadas o en peligro de extinción (Hezavehei et al., 2018).

     Para proponer un protocolo de criopreservación de espermatozoides se deben de estandarizar y evaluar diversos parámetros, con la finalidad de obtener porcentajes elevados de viabilidad (porcentaje de espermatozoides vivos) y movilidad espermática (porcentaje de espermatozoides móviles) posdescongelación; por esta razón, es importante considerar la composición del diluyente, tipo y concentración de agentes crioprotectores, la unidad de envasado (criopaja) y las velocidades de congelación y descongelación, todo esto con el fin de crear un protocolo exitoso para la especie de interés (Bernáth et al., 2016).

 

¿LOS ESPERMATOZOIDES SON CAPACES DE FECUNDAR POSTERIOR A LA DESCONGELACIÓN?

 

La respuesta a esta interrogante es sí, siempre y cuando la viabilidad y la movilidad espermática posdescongelación sean las apropiadas, ya que la criopreservación induce una disminución significativa en el porcentaje de espermatozoides móviles posdescongelación; sin embargo, este decremento no limita su aplicación y eficiencia para realizar la fecundación. Una vez verificada la viabilidad y la movilidad espermática, se puede evaluar la capacidad fecundante de los espermatozoides mediante una TRA denominada fecundación in vitro, la cual consiste en poner en contacto directo los espermatozoides y los ovocitos para que se lleve a cabo la singamia y subsecuentemente el desarrollo de un embrión. Algunas especies donde se ha implementado de manera exitosa la fecundación in vitro con espermatozoides criopreservados son el lince de Canadá (Linx canadensis) (González et al., 2023), el león (Panthera leo) (Zahmel et al., 2021), el gallo salvaje rojo (Gallus gallus murghi) (Rakha et al., 2020), la rana arlequín (Spumarius complex) (Naranjo et al., 2022), el salmón del Atlántico (Salmo salar) (Erraud et al., 2022) y el pez blanco (Chirostoma estor) (Motta et al., 2021).

 

PERSPECTIVAS

 

La criopreservación de espermatozoides es una técnica eficiente ante la pérdida de la biodiversidad, ya que permite el resguardo por tiempo indefinido de material genético viable, lo cual facilita realizar o implementar técnicas de reproducción asistida cuando se requiera. La criopreservación se ha efectuado de manera exitosa en múltiples especies de mamíferos, aves, anfibios, reptiles y peces, por lo que puede ser utilizada para conservar espermatozoides de diversas especies, ya sea de importancia biológica o económica.

 

AGRADECIMIENTOS

 

Este trabajo se realizó gracias a la beca postdoctoral otorgada por el Consejo Nacional de Humanidades, Ciencias y Tecnologías (CONAHCYT) a JDBG (566816).

 

REFERENCIAS

 

Bernáth G, Żarski D, Kása E, Staszny Á, Várkonyi L, Kollár T, Hegyi Á, Bokor Z, Urbányi B and Horváth A (2016). Improvement of common carp (Cyprinus carpio) sperm cryopreservation using a programable freezer. General and Comparative Endocrinology 78-88.

Bustamante GJD, Rodríguez GM, Cortés GA, Arenas RE, Figueroa LG y Ávalos RA (2019). Fisiología y criopreservación del espermatozoide en teleósteos. Revista AquaTIC 1–17.

CONABIO (Comisión Nacional para el conocimiento y Uso de la Biodiversidad) (2022). Recuperado de https://www.biodiversidad.gob.mx/biodiversidad/porque.html.

Erraud A, Cornet V, Baekelandt S, Neus Y, Antipine S, Lambert J, Mandiki SNM and Kestemont P (2022). Optimal sperm–egg ratios for successful fertilization using fresh and cryopreserved sperm in wild anadromous Atlantic salmon (Salmo salar L. 1758). Aquaculture 1-6.

González R. Miller A, Vansandt LM and Swanson WF (2023). Characterization of basal seminal traits and semen cryopreservation in Canada Lynx (Lynx canadensis). Theriogenology Wild 1-12.

Hezavehei M, Sharafi M, Kouchesfahani HM, Henkel R, Agarwal A, Esmaeile V and Shahverdi A (2018). Sperm cryopreservation: A review on current molecular cryobiology and advanced approaches. Reproductive BioMedicine Online 327-339.

Le GS, Ferraz M, Venzac B and Comizzoli P (2021). Understanding and assisting reproduction in wildlife species using microfluidics. Trends in Biotechnology 584-597.

Motta CN, Junqueira MG, Simas FI, López GJ, Martínez CCC, Martínez PCA and Solis MLD (2021). Sperm characterization and cryopreservation of the endangered freshwater fish Chirostoma estor (Atheriniformes). Cryobiology 81-86.

Naranjo RE, Naydenova E, Proaño BC, Vizuete K, Debut A, Torres, AM and Coloma LA (2022). Development of assisted reproductive technologies for the conservation of Atelopus sp. (spumarius complex). Cryobiology 20-31.

Rakha BA, Ansari MS, Akhter S, Akhter A, Blesbois E, Santiago MJ (2020). Effect of dimethylformamide on sperm quality and fertilizing ability of Indian red jungle fowl (Gallus gallus murghi). Theriogenology 55-61.

SEMARNAT (Secretaría de Medio Ambiente y Recursos Naturales) (2019). Norma Oficial Mexicana NOM-059-SEMARNAT-2019, Protección ambiental-Especies nativas de México de flora y fauna silvestres-Categorías de riesgo y especificaciones para su inclusión, exclusión o cambio-Lista de especies en riesgo. Diario Oficial De La Federación. Recuperado de: https://www.dof.gob.mx/nota_detalle.php?codigo=5578808&fecha=14/11/2019.

Zahmel J, Jansch S, Jewgenow K, Sandgreen DM, Skalborg SK and Colombo M (2021). Maturation and fertilization of African lion (Panthera leo) oocytes after vitrification. Cryobiology 146-151.